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Reinstwasser

Wie wichtig ist das Reinstwasser für die HPLC?

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Frisch erzeugtes Reinstwasser zur Herstellung der mobilen HPLC-Phase

Die Ergebnisse beider Versuche zeigen, dass frisch erzeugtes Reinstwasser ausgezeichnet zur Herstellung der mobilen HPLC-Phase geeignet ist. In diesem Wasser wird der Gehalt an organischen Verunreinigungen minimal gehalten (etwa 5 ppb) und durch einen Online-TOC-Monitor überwacht. Dagegen kann der Gehalt an organischen Verunreinigungen in Flaschenwasser je nach Hersteller stark variieren. Das Wasser in manchen der getesteten Flaschen enthielt TOC-Konzentrationen von bis zu 777 ppb [1, 12]. Diese Variationen sind durch verschiedene Faktoren bedingt: die Technologien für die Herstellung des Wassers; die Bedingungen im Labor bzw. in der Produktionsstätte während der Abfüllung und Verpackung; die Flaschen- und Deckelmaterialien; die Lagerzeit der Flasche vor der Verwendung.

Erzeugung von Reinstwasser mit einem konstant niedrigen TOC-Gehalt: Der konstant niedrige TOC-Gehalt in Reinstwasser beruht auf der Kombination verschiedener komplementärer Wasseraufbereitungstechnologien. Umkehrosmose eliminiert 80 bis 90 % der anfänglichen organischen Verunreinigungen. Durch die nachfolgende Elektroentionisierung werden geladene Stoffe (anorganische und organische Ionen) effizient entfernt. Die Elektroentionisierung vervollständigt die Entfernung von organischen Verunreinigungen durch Umkehrosmose, da sie kleine organische Säuren und Amine eliminiert, die durch die Poren einer Umkehrosmosemembran passieren können. Die Adsorption von organischen Stoffen auf Aktivkohle ist eine dritte Methode zur Reduzierung der organischen Belastung von Wasser. Der vierte Prozess zur Reduzierung des Gehalts an organischen Stoffen in Wasser ist die UV-Photooxidation. Bei dieser Technologie werden Moleküle durch Hydroxylradikale, die mittels Bestrahlung mit einer Quecksilber-UV-Lampe mit zwei Wellenlängen (185/254 nm) aus Wasser und Sauerstoff erzeugt werden, oxidiert [13]. UV-Photooxidation wird generell am Ende des Aufbereitungsprozesses eingesetzt, nachdem die organische Belastung mit den zuvor erwähnten Technologien bereits reduziert wurde. Durch die Kombination dieser Technologien können konstant niedrige TOC-Konzentrationen (ca. 5 ppb) in dem vom Wasseraufbereitungssystem erzeugten Wasser erzielt werden.

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Schlussfolgerung

Diese Studie belegt, dass frisch erzeugtes Reinstwasser mit einem niedrigen TOC-Gehalt zuverlässig zur Herstellung der mobilen Phase für die HPLC verwendet werden kann. Bei der Vorkonzentrierung von HPLC-reinem Flaschenwasser an einer C18-Säule mit nachfolgender Gradientenelution entstanden mehrere hohe Peaks. Diese Peaks traten bei Verwendung von frisch erzeugtem Reinstwasser nicht auf. Dadurch wird bestätigt, dass HPLC-reines Flaschenwasser einen weitaus höheren Gehalt an organischen Verunreinigungen aufweist als frisch erzeugtes Reinstwasser.

Bei einem typischen Reversed-Phase-HPLC-Verfahren mit Gradientenelution muss die Säule mit mehreren Säulenvolumina des schwachen (wässrigen) Lösungsmittels auf die Anfangsbedingungen äquilibriert werden. Organische Verunreinigungen im wässrigen Lösungsmittel adsorbieren am Kopf der Säule und verursachen in den nachfolgenden Chromatogrammen Interferenzen wie massive Basislinien-Verschiebungen und Fremdpeaks.

Bei Verwendung von HPLC-reinem Flaschenwasser als wässriges Lösungsmittel traten außerdem starke Basislinien-Verschiebungen und nach einer gewissen Zeit Fremdpeaks auf. Diese Erscheinungen können auf das Vorliegen von organischen Verunreinigungen im Wasser zurückgeführt werden, da sie bei frisch erzeugtem Reinstwasser nicht zu beobachten waren.

Die vorliegende Studie belegt, dass frisch erzeugtes Reinstwasser mit einem konstant niedrigen TOC-Gehalt gleichmäßigere Basislinien ergibt und die Gefahr von Fremdpeaks auf ein Minimum reduziert.

Literatur:

[1] R.E. Majors, LCGC Europe 25, 31 (2012).

[2] A.-M. Hesse, et al., J Chrom A (2008), doi:10.1016/J.Chrom A.2007.12.060.

[3] G.R. Strasser, I Váradi, J Chrom A 869, 85 (2000).

[4] Y. Egi, A. Ueyanagi, LCGC Int. 11, 142 (1998).

[5] J.W. Dolan, LCGC Int. 11, 642 (1998).

[6] M.D. Nelson, J.W. Dolan, LCGC Int. 11, 764-768 (1998).

[7] M. Oehme, et al., Trends Anal Chem 21, 322-331 (2002).

[8] M.C. McMaster, LC/MS: A Practical User’s Guide. (John Wiley & Sons, New Jersey, 2005).

[9] M.C. Ringo, J.R. Allen, D.M. Mattocks, LCGC North America 21, 168 (2003).

[10] A. Mihailova, A. Lundanes, T. Greibrokk, J Sep Science 29, 576 (2006).

[11] B.M. Stewart and B.L. Williamson, Am Biotechnol Lab, 19, 16 (2001).

[12] Lloyd R. Snyder, Joseph J. Kirkland, Joseph L. Glajch. Practical HPLC Method Development, 2nd Ed (E-Book) 2012.

[13] C. Regnault, I Kano, D. Darbouret, S. Mabic. J Chrom. A, 1030, 289 (2004).

* M. Tarun, C. Monferran, C. Devaux und S. Mabic: Merck Millipore, Billerica/USA

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